病毒转染：是指将外源病毒导入真核细胞的技术，用病毒将带有目的基因的载体整合到细胞的基因组中，以达到长期稳定表达目的基因的目的。随着分子生物学和细胞生物学研究的不断发展，转染已经成为研究和控制真核细胞基因功能的常规工具。

病毒转染系统的分类:目前常用的病毒载体包括慢病毒载体、腺病毒载体和逆转录病毒载体。

 

 

 

1. 病毒安全性问题

病毒本身具有一定的危险性，需要在符合生物安全实验室标准的条件下进行实验，并遵守相关的实验室安全操作规范。病毒操作时最好使用生物安全柜。如果使用普通超净工作台操作病毒，请不要打开排风扇。病毒操作时请穿实验服，带口罩和手套。

 

2. 转染剂的选择

不同类型的细胞对转染剂的敏感度不同，需要根据目标细胞的特性和要求来选择合适的转染剂。

例如：

常见的HEK293和COS-7细胞可以使用许多常见的离子对（如钙离子，磷酸盐等）或聚合物转染剂（例如聚Yi烯亚胺和聚Yi烯醇）进行转染。而Hela细胞则需要较强的离子对（如氯Hua钾或氯化钠），而其他细胞可能需要特定转染剂。

实验目的和病毒载体也是选择转染剂的重要因素。例如，如果需要在细胞内表达蛋白，则需要选择适合蛋白质表达的转染剂。如果需要将siRNA或miRNA导入细胞，则需要选择适合RNA转染的转染剂。

 

3. 转染时间和浓度

过长或过短的转染时间以及过高或过低的病毒浓度，都可能影响转染效率和稳定性。因此，在进行实验前需要进行一系列的预实验，确定最佳的转染时间和浓度。

① 腺病毒（Adenovirus）

腺病毒是一种非致瘤病毒，可用于高效率转染许多细胞类型。最佳转染时间通常在24-48小时之间，而最佳病毒载体浓度通常在MOI 50到200之间。

② 腺相关病毒（AAV）

与腺病毒类似，AAV也被广泛应用于基因治疗和基因表达研究中。最佳转染时间通常在24-72小时之间，而最佳病毒载体浓度通常在MOI 10到100之间。

③ Lentivirus

Lentivirus是一种可导入长期基因表达的病毒。最佳转染时间通常在24-72小时之间，而最佳病毒载体浓度通常在MOI 5到20之间。

④ Retrovirus

Retrovirus也是一种可导入长期基因表达的病毒。最佳转染时间通常在24小时之内，而最佳病毒载体浓度通常在MOI 5到10之间。

4. 质控和鉴定

转染后的细胞需要进行质控和鉴定，以确保外源DNA或RNA的表达和稳定性。例如，可以通过荧光标记、PCR或Western blot等方式来鉴定基因转染的效果。

 

5. 避免重复感染

为避免病毒的重复感染，需要在转染之前对细胞进行检测，尤其是对病毒拓展因子表达的细胞系进行特别注意。

 

6. 质粒DNA或RNA的准备

对于将质粒DNA或RNA导入到目标细胞中的实验，需要保证质控高纯度的质粒DNA或RNA，并使用无菌技术进行处理。

 

7. 细胞培养条件的控制

在进行病毒转染实验时，需要控制目标细胞的培养条件，如培养基的配方、pH值、温度、CO2浓度等。此外，不同类型的细胞对转染剂敏感性也不同，需要针对不同的细胞类型进行优化和调整。

 

8. 实验操作注意事项

① 操作病毒时特别小心不要产生气雾或飞溅。如果操作时超净工作台有病毒污染，请立即用70%乙醇加1%的SDS溶液擦拭干净。接触过病毒的枪头，离心管，培养板，培养液请于84消毒液或1%SDS 中浸泡过夜后弃。

② 用显微镜观察细胞感染情况时应遵从以下步骤：拧紧培养瓶或盖紧培养板。用70%乙醇清理培养瓶外壁后到显微镜处观察拍照。离开显微镜实验台之前，用70%乙醇清理显微镜实验台。

③ 如需要离心，应使用密封性好的离心管，或者用封口膜封口后离心，而且尽量使用组织培养室内的离心机。

④ 脱掉手套后，用肥皂和水清洗双手。

 

 

 

1. 转染效率低

可能是由于病毒感染的细胞数量不足、浓度太低、转染时间过短、细胞质量差等原因导致。可以尝试增加病毒的浓度和转染时间，或者优化细胞培养条件来提高转染效率。

2. 细胞毒性

病毒转染过程中产生的细胞毒性会直接影响细胞的生长和稳定性，甚至影响实验结果。需要注意选择合适的病毒载体和转染剂，并对细胞状态和密度进行调整。

3. 重复感染

在进行病毒转染时，避免病毒的重复感染，可对细胞进行预处理和检测，尤其是对病毒拓展因子表达的细胞系进行特别注意。

4. 非特异性效应

外源DNA或RNA转染后，可能会影响宿主基因表达和细胞功能，出现非特异性效应。需要对目标基因进行严格的鉴定和筛选，以确保实验结果的准确性和可靠性。

 

针对以上问题，可以采取以下解决方法：

1. 优化病毒载体和转染剂的选择和使用方法，调整细胞的培养条件和密度，增加转染时间和浓度等操作方案。

2. 针对病毒转染产生的细胞毒性，可采用补充营养物质、调节培养基pH值或温度、添加保护剂等方式进行缓解。

3. 加强实验前的准备工作，避免重复感染的发生。例如，对细胞进行必要的预处理和检测，及时更换新鲜培养基，使用消毒材料等。

4. 通过对外源DNA或RNA转染后基因表达的分析鉴定，筛选出特异性效应较好的目标基因，并进行进一步的实验验证和数据分析。

 

 

 

1. 慢病毒转染贴壁细胞实验方法

① 慢病毒转染前18-24小时,将贴壁细胞以1×105/孔铺到24孔板中。使细胞在慢病毒转染时的数量为2×105/孔左右。

② 第二天,用含有6 μg/ml polybrene的2ml新鲜培养基替换原培养基,加入适量病毒悬液。37℃孵育。

③ (对polybrene毒性敏感的细胞选作此步骤)4小时后加入2ml新鲜培养基以稀释polybrene。

④ 继续培养24小时,用新鲜培养基替换含有病毒的培养基。

⑤ 继续培养。如果慢病毒含有荧光蛋白,一般转染48小时后可见明显荧光表达,72小时后更加明显。如需FACS检测转染效率,可在转染后72-96小时进行。如果慢病毒含有抗性基因并且需要加药筛选,可以在转染3-4天后开始加药。

 

2. 慢病毒转染悬浮细胞实验方法

① 在2×105/ml悬浮细胞中加入polybrene至6 μg/ml和适量病毒,充分混匀。37℃孵育。或者150g室温离心4小时(选作,部分难转染的细胞系采用此步骤可以提高转染效率)。

② (对polybrene毒性敏感的细胞选作此步骤)4小时后(或离心结束后)加入等体积新鲜培养基以稀释polybrene。

③ 继续培养3-4天。中间视细胞生长情况可传代或换液。

 

 

总之，在进行病毒转染实验时，需要多方面进行考虑，并根据目标细胞类型、实验要求等因素进行优化和调整。同时，也需要注意实验过程中的安全问题，避免对研究人员和周围环境造成不必要的影响。

 

 

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